中心体异常与恶性肿瘤发生相关性研究的回顾与展望

[关键词]中心体中心粒恶性肿瘤

【摘要】中心体是细胞中的一个较小的细胞器。作为主要的微管组织中心（MTOC），在间期细胞及有丝分裂期的细胞中起着重要的作用。当中心体功能障碍时，可能引起染色体的分裂异常，并导致恶性肿瘤的发生。本文简要介绍了中心体的结构、功能，纺锤体装配检测点的调节机制，中心体复制及触发，中心体复制与细胞周期的关系，中心体蛋白，中心体异常以及可能的原因，并对其未来的研究和在临床上的应用进行了展望。　　一个世纪以来，中心体这一微小的细胞器对生物学家来说一直是一个迷。中心体虽然很小且不引人注目，但是它却在细胞中起着重要的作用。其中一个重要的功能是构成有丝分裂纺锤体。纺锤体微管和动力微管在细胞分裂时牵引染色体到细胞两极，使每一子代细胞都具有完整的染色体。如果没有中心体，细胞将不可能进行正常分裂。越来越多的研究结果表明，当中心体功能障碍时，有可能引起癌症，至少部分癌症是因为中心体功能障碍导致染色体异常而引起。现将这方面的研究与展望综述如下。　　1中心体概述　1.1中心体的基本结构、功能在超微结构水平，典型的真核细胞中心体由一对中心粒组成。中心粒周围为云状致密物，称为中心粒周围物质（PericentriolesMaterial，PCM），中心粒周围物质围绕2个中心粒［1］。中心粒由9组三联体微管组成，形成一桶状结构。中心粒的直径为0.16～0.23μm，长度变动于0.16～0.56μm之间，成对相互垂直排列。微管长度约为0.4μm［2］，由微管蛋白组成，包括α/β/γ/δ/ε微管蛋白、中心体蛋白centrin［3］和tektin丝状体以及与它们相连的结构蛋白［4］。中心粒周围物质组成纤维状结构，这种纤维状网络结构被称为中心体矩阵［5］，中心体矩阵连接各种蛋白，包括聚集微管的γ微管蛋白复合物。中心粒周围物质围绕着中心粒组成中心体微管组织中心（MicrotubuleOrganizingCenter，MTOC）。中心粒不直接参与细胞质微管的形成。　在哺乳动物细胞，中心体是主要的微管组织中心。中心体在间期细胞中调节微管的数量、稳定性、极性和空间分布。在有丝分裂中，中心体建立两极纺锤体，确保细胞分裂过程的对称性和双极性，而这一功能对染色体的精确分离是必需的。在维持整个细胞的极性、为细胞器的定向运输提供建筑框、参与细胞的成型和运动上，中心体和微管都起着主要作用［6］。　1.2中心体蛋白中心体蛋白可分为三类:第一类是中心体长驻蛋白，如α/β/γ/δ/ε微管蛋白，中心体蛋白centrin，中心粒周围蛋白（pericentrin）等;第二类是中心体乘客蛋白，既只在M期才定位中心体，如POPA，NuMa等;第三类是是中心体调蛋白，如CDK2，CyclinB1，CyclinA，等。本文简要介绍几种中心体蛋白。　中心体蛋白centrin是分子量为20kD的一个钙结合蛋白家族，主要定位于中心体及其同源结构中，目前已从多种生物克隆到其同源基因。一些研究发现，centrin蛋白在中心体的复制和分离中发挥重要作用，并与微管切除反应有关。在哺乳动物细胞中，centrin的定位具有细胞周期依赖性的特点，推测centrin蛋白参与了有丝分裂过程［7］。目前已鉴别出4种centrin蛋白（centrin1p，2p，3p，4p）。centrin2p和centrin3p普遍表达于哺乳动物细胞中，两种蛋白位于中心粒的远端或原中心粒的芽苞上。研究表明在Hela细胞中，如果centrin2p的表达被干扰RNA灭活，中心粒的复制将被抑制并导致细胞周期连续性的缺损，这表明centrin蛋白在中心体复制中起关键性的作用。Centrin4p是新鉴别出的centrin蛋白，它拥有两个剪接变异体，在中心粒上识别部位与centrin2p和centrin3p不同，其功能是装配基体。但目前对centrin蛋白在哺乳动物细胞中的详细功能仍不十分清楚［8］。中心粒周围蛋白（pericentrin）是中心粒周围物质的组成成分，它参与组织中心体的结构。　α和β微管蛋白组成的异二聚体是构成微管的基本单位，若干异二聚体首尾相连形成原纤维，微管由13根原纤维排列而成，在细胞中微管装配成三联体后再形成中心粒。而γ微管蛋白则在近几年才被发现。γ微管蛋白最初发现于一种真菌中，后来在其它真核生物中也检测到这种蛋白的存在并研究了其相应的基因。现有资料表明，γ微管蛋白具有某些α和β微管蛋白的基本特点，例如它出现在所有的真核生物中，是一种非常保守的蛋白质，而且可能也由多基因编码，从而构成自己的蛋白家族。许多研究结果表明，γ微管蛋白是微管组织中心的组成成分，连接微管和中心体。尽管它在细胞中含量很少，但对微管的装配、微管的取向等起着很重要的调节作用。因而可以说，γ微管蛋白直接参于一切与微管有关的细胞活动，如细胞的分裂、细胞形态的维持、细胞的运动等等，是细胞内的一个重要的蛋白质。　1.3中心体复制和中心体复制的触发中心体为半保留复制。在每个细胞周期中，中心体复制一次。在有丝分裂末期，每个子代细胞继承一个中心体，而在下次有丝分裂开始之前，它又包含有2个中心体。在分裂间期，中心体精确的复制周期为有丝分裂做前期准备，这一过程被称之为中心体复制。在高等动物细胞中，中心体复制由4个阶段组成:（1）中心粒分裂;（2）中心粒复制;（3）中心体分裂;（4）子代中心体分离［9］。中心粒分裂出现在G1晚期［10］，是中心体复制开始的征兆。中心粒复制始于S早期，或者始于S期二个相互垂直的中心粒轻微分裂之时。原中心粒在S期和G2期延长，在有丝分裂期生长成熟。随着中心体在G2期分裂，中心体复制完成，半保留复制的中心粒进入子代中心体。子代中心体的分裂与Nek2的活性有关，Nek2是细胞循环调节激酶，有助于细胞进入有丝分裂［11］。中心体分裂与G2期/分裂前期EF-hand蛋白（EF-handproteincentrin）磷酸化有关［12］。子代中心体通过主要由微管组成的马达（microˉtubule-basedmotorprotein）蛋白的活动而分离［13］。　在G1-S期限制点，cyclinE-CDK2（细胞周期依赖激酶2，cyclin-dependentkinase2）被核酸磷酸酶磷酸化，为中心体复制签发了通行证。CDK2复合物包括Rb肿瘤抑制基因，Rb肿瘤抑制基因编码Rb蛋白，Rb蛋白磷酸化后，即失去抑制E2F的作用，E2F游离出来，这些转录因子进入细胞核并激活S期中与中心体复制和DNA复制有关的基因。中心体复制由CaMKⅡ（钙调蛋白依赖激酶Ⅱ，calmodulin-dependentkinaseII）触发，细胞内自由钙离子浓度增加使CaMKⅡ激活，CaMKⅡ激活触发中心体复制的开始。在S期中心体复制依靠cyclinACDK2复合物。中心体周期与细胞周期的协调由Mps1p在多水平控制，而Mps1p由CDK2控制［14］。　1.4细胞周期和中心体复制的关系G0期:G0期不支持中心体复制。只要细胞处于细胞周期的静止期，中心体就不会复制［8］。　G1期:无论中心体复制是否始于G1期，当细胞通过限制点后，细胞已经开始着手准备分裂。大量研究结果表明，中心体复制始于G1晚期或S早期，尽管在此之前已经观察到原中心粒的形成［15］。反之当细胞周期在G1期被含羞草碱抑制后，虽然可以观察到γ微管蛋白的免疫反应点，但中心体并不会进行复制。虽然原中心粒形成与S期的起始有一些相关性，但这并不是普遍现象。如L929细胞培养中，在DNA合成开始前4h已经形成原中心粒。总之，大量研究表明G1期是中心体复制的起始，如子代中心粒的装配，复制中心体的分裂/分离。但是为什么一些细胞中心粒的复制始于G1期，而另一些细胞中心粒的复制始于S期，其原因仍不清楚，可能与CDK2-E激酶的活性升高有关。　S期:中心体复制周期完成于S期，包括母代—子代中心粒的分裂、复制和中心体的分裂/分离。在正常条件下，并不会因为中心体复制而导致S期延长。但是有报道在受精卵和仓鼠体细胞中中心体复制时S期延长，其原因并不清楚。　G2期:在G2期子代中心体分裂和分离。在G2期中心体也不会连续复制。M期:中心体在M期不复制。　1.5纺锤体装配检测点（spindleassemblycheckpoint）的调控机制纺锤体由星体微管，极间微管，动粒微管纵向排列组成。有丝分裂前期，每对中心粒周围出现放射状星体微管，由此构成两个星体，并排于核膜附近。中心粒之间形成极间微管。星体微管，极间微管通过向其远离中心粒的一端（A端）加入微管蛋白二聚体而不断延长，从而推动中心粒移向细胞两极。到前期末，随着核膜的崩裂，由纺锤体一极发出的一些微管可进入胞核，其A端附着于染色体的动粒上即成为动粒微管。　纺锤体装配检测点的成分包括Mad1，Mad2，Mad3（miˉtoticarrestdeficient），Bub1/BubR1andBub3（buddinguninhibitˉedbybenzimidazole）。检测点蛋白Mad2对附着敏感，而Bub1/BubR1对张力敏感。在有丝分裂期，纺锤体装配检测点的功能在于确保染色体复制的忠实性。最新的研究表明，纺锤体装配检测点是通过微管的着丝粒附着点从相对的纺锤体两极附着在染色体上并且对着丝粒施加张力这两者的共同作用来调节染色体复制的忠实性。只有当所有的微管着丝粒附着在染色体上，在赤道面成直线排列，并对配对的着丝粒施加适当的张力时，细胞分裂后期才有可能被触发。此时Mad2失活，BubR1停止与Cdc20-APC作用，而当BubR1停止与Cdc20-APC作用后，Cdc20-APC被激活，激活的Cdc20-APC导致securin降解，降解后的securin引起separin释放，游离separin触发染色体的分离和细胞分裂后期开始［16］（这一部分是原文的信号通道，securin和separin两词无法翻译）。　2中心体异常导致癌症的假说和恶性肿瘤细胞中中心体结构的异常　2.1中心体异常导致癌症的假说在癌细胞中，染色体组型的改变非常普遍，包括整个染色体的丢失和获得、染色体倍性的改变，以及大量的染色体异常。如果细胞未能协调好中心体复制和DNA复制的关系，将不可避免地导致染色体倍性的改变，形成单极和多极纺锤体，而单极和多极纺锤体将驱使染色体异常分裂。一些遗传性染色体不稳定综合征如Bloom综合征、Fanconi贫血等疾病的患者就容易患肿瘤［17］。在20世纪初期，Boveri就提出恶性肿瘤细胞极性的改变和染色体分裂异常（非整倍体）可能是由于中心体功能缺陷引起的。但是这个观点一直未引起研究者的重视。Kenji和Fukasawa等通过研究发现如果缺乏p53肿瘤抑制基因，细胞将具有多倍体中心体而不是正常的一个或二个。如今人们已经认识到中心体复制功能障碍可能是引起染色体分裂异常的重要原因并且最终导致癌症的形成。现在已经有越来越多的研究结果证实了这一观点。　2.2恶性肿瘤细胞中中心体结构的异常Lingle首先在乳腺癌中发现了中心体的异常结构、中心体蛋白的异常磷酸化和中心体微管组织能力的改变。Lingle对此又进行了进一步的研究，在31例人乳腺癌中，与正常乳腺组织相比，24例有中心体的明显改变，其中11例有两个以上的中心粒。在Lingle的研究中，将正常乳腺导管上皮细胞与乳腺腺癌细胞的中心体进行了对比并得出以下结论:与正常细胞相比，肿瘤细胞中心体结构有很显著的异常，包括:（1）中心粒数量过多;（2）中心粒周围基质过量;（3）中心粒筒状结构混乱;（4）分散的微管复合物;（5）中心粒长度异常;（6）中心体错位;（7）中心体蛋白异常磷酸化。这些异常与细胞极性的改变、细胞和组织分化异常及染色体异常分离有关［6］。Lingle随后又研究了高分化乳腺癌中心体增生与非整倍体，染色体不稳以及p53突变和缺失的关系。其结果显示中心体增生与非整倍体，染色体不稳有线性关系。p53突变与中心体微管聚集能力的增加有显著的关系。由此得出结论为:中心体增生与肿瘤的发生有关［18］。Sato等在免疫荧光显微镜下发现了大量胰腺癌细胞系中有中心体大小、形态及数目的明显改变，在中心体表型异常的细胞系中经荧光原位杂交（FISH）观察到染色体数目的显著异常。Pihan［19］等证实在大多数前列腺癌中有中心体结构和数量的改变，通过增加中心粒周围蛋白的水平选择性诱导中心体异常，可在前列腺上皮细胞系中产生前列腺癌的特征性表型。Gustafson等［20］用免疫组化的方法发现在18例头颈部鳞状细胞癌（HNSCC）患者中17例有中心体的扩增（94%），而且复发的肿瘤中有中心体扩增的细胞数比非复发的要多。　3导致中心体异常可能的原因　3.1中心体异常和染色体分裂异常的关系在中心体异常和染色体不稳的关系上有两种观点，一种观点认为中心体异常引起有丝分裂紊乱进而导致染色体不稳，而另一种观点则认为中心体异常是染色体不稳的一种简单的反映［21］。最近有研究表明在乳腺导管原位癌、前列腺原位癌和子宫颈原位癌中心体异常和染色体不稳同时存在，这一研究提示中心体异常可能是通过染色体的异常分裂促进早期癌症的发展，并进一步证明了是由于中心体异常引起有丝分裂紊乱进而导致染色体不稳［22］。　3.2导致中心体异常的一些相关基因和激酶Sluder和EdwardHinchcliffe等研究发现中心体复制需要CDK2激酶。CDK2激酶可使细胞通过细胞分裂周期，这样有助于确保中心体在正确的时间里仅复制一次［8］。Fukasawa的研究证明，CDK2可以使鱼精蛋白（一种中心体蛋白）磷酸化，并引起鱼精蛋白与中心体分离来控制中心体复制。鱼精蛋白与中心体的分离引起中心体开始复制。p53基因的蛋白产物通过Waf-1蛋白抑制CDK2激酶。当p53基因缺失时中心体就会异常复制并聚集额外的复制产品。在恶性肿瘤中，可以经常观测到G1/S期调节蛋白的异常，如Rb蛋白，cyˉclinsD和E，CDK4和6，CDK抑制基因p16，p15和p53。这些改变不仅导致细胞无限制增生，而且引起由中心体复制控制的染色体组型的不稳［23］，染色体组型的不稳定引起细胞分裂生长异常最终导致肿瘤的发生。

Aurora可能是导致中心体异常的另外一个激酶。Auroˉra属于STK激酶家族

，它调节中心体成熟，染色体分离和细胞分裂。Aurora激酶基因位于20号染色体，

在结肠，乳腺和其他一些肿瘤细胞中Aurora激酶基因扩增或有多个复制子，其编码

的蛋白在癌细胞中呈现出异常的高浓度。通过基因工程提升正常细胞的Aurora激酶

的浓度，细胞产生大量的中心体，变成多倍体，并呈现出癌细胞的其它一些特征

［24］。Aurora-2激酶与癌基因转化有关，在恶性肿瘤常常过度表达。Aurora-

2激酶在中心体循环中可能与细胞的变形有关。Aurora-2激酶过度表达导致中心体

增生，并引起基因不稳。Aurora-2激酶可通过调节中心体功能基因的翻译来促使细

胞进入有丝分裂［24］。



p53缺失或突变导致p53肿瘤抑制基因失活可引起中心体异常增生。p53通过ra

nsactivation-dependent和transˉactivation-independent机制来调节中心体复

制。在transactiˉvation-dependent控制中，p21（Waf1/Cip1）是一个主要的效

应器，p21可防止CDK2/cyclinEkinase在不恰当的时间被激活，因此可以确保中

心体复制和DNA复制起始的一致性。在transactivation-independent控制中，p53

似乎是直接物理连接在中心体上。当中心体复制过量时，增加了异常有丝分裂的频

率，并导致染色体不平衡分配［25］。一些学者在研究膀胱癌时发现，p53突变

导致中心体异常增生，其可能机制在于anti-nucleophosmin/B23（NPM）。在中心

体复制起始时，NPM是CDK2/cyclinE的主要靶点，而NPM与γ微管蛋白平行，暗示

NPM与中心体相连，但其确切的机制仍不清楚［26］。另一些学者研究结果表明

，在肝细胞癌中，p53突变可引起中心体异常和检测点的缺陷，并潜在的导致基因

不稳定，这种潜在因素与肿瘤的大小和阶段无关［27］。



　3.3中心体蛋白和其它一些因素对中心体异常的影响中心体蛋白质的异常

同样有可能导致癌症。Doxsey等研究发现在膀胱癌和其它一些肿瘤细胞中，中心粒

周围蛋白（一种中心体蛋白）的浓度比正常细胞高。通过基因工程使正常细胞产生

过量的中心粒周围蛋白，正常细胞会产生额外的中心体。



　一些研究还表明病毒也可能引起中心体异常。宫颈癌与高危人乳头状瘤病毒

（HPVs）有关。在癌症分化的早期HPV阳性细胞常表现出基因不稳。HPV编码的癌蛋

白E6和E7导致基因异常并使被感染的宿主细胞的有丝分裂失去忠实性。E7诱使中心

体数量的异常导致染色体不稳。E6协同E7放松关键检测点的控制。E7诱导中心体复

制的异常可能为重新编写一些调控基因，这些基因与宿主细胞的细胞周期有关，如

错误调节CDK2激酶的活性［28］。E1A是一种腺病毒蛋白，它与RANGTPase相互

作用，这种相互作用使中心体循环与细胞循环脱节，并导致染色体不稳［29］

，由于染色体不稳而导致肿瘤的发生。



4中心体异常与恶性肿瘤发生研究存在的问题及展望



虽然许多研究结果证明了中心体异常与恶性肿瘤的发生具有相关性，但是仍然

有许多问题需要解决。首先，如果中心体异常是原因，那么在肿瘤细胞中应该能发

现或找到突变的中心体结构基因，或者与之相关的调节蛋白。但是到目前为止仅仅

发现了Aurora激酶、CDK2激酶等基因，是否还存在其它的基因?其次，在正常哺乳

动物细胞，S期和G2/M期检测点能够阻止复制不完全的细胞或DNA受损的细胞进入

有丝分裂，那么具有异常中心体的细胞如何进行分裂的［22］?最近有文章报道

，在精母细胞中，中心体和DNA的复制并不是成对进行的，中心体复制有替代途径

.在鼠胚胎早期中心粒可以在没有模板的条件下重新构成，其可能的原因为中心粒

周围物质中预先存在模板［30］。再次，如果在早期、晚期恶性肿瘤中存在异

常中心体，那么在肿瘤的不典型增生阶段是否存在异常中心体?另外当正常中心体

出现异常时，细胞又是如何修复异常中心体的?



总之，中心体作为主要的微管组织中心，在间期细胞及有丝分裂期的细胞中起

着重要的作用。从细胞分子生物学水平来详细了解中心体复制的分子机制将会对恶

性肿瘤发生原因的了解起到积极的作用。尽管对中心体异常与恶性肿瘤发生的相关

性的研究取得了很大的进展，但是两者之间的关系远比我们预想的要复杂得多。现

在一些研究者将中心体异常以及中心粒周围蛋白的浓度用于临床，来评估恶性肿瘤

的转移能力。有丝分裂毒性药如红豆杉，长春碱广泛用于各种癌症，但是由于

用现存药物难于治愈癌症，因此需要开发新的治疗药物。中心体是纺锤体的特殊结

构，它将染色体连接到纺锤体，因此可以将中心体作为靶标开发一种针对有丝分裂

的特效抗癌新药［31］。如果中心体异常能够用于指导恶性肿瘤的诊断、治疗

以及评估恶性肿瘤患者的预后，对中心体的研究将会为肿瘤患者带来巨大的福音。





　　



1BalczonR，VardenCE，SchroerTA，etal.Roleformicrotubulesin

centrosomedoublinginChinesehamsterovarycells.CellMotilCyˉtoske

leton，1999，42（1）:6072.



2BobinnecY，KhodjakovA，Mir，LM，etal.Centrioledisassemblyin

vivoanditseffectoncentrosomestructureandfunctioninvertebrate.

JCellBiol，1998，143（6）:1575-1589.



3BrinkleyBR.Managingthecentrosomenumbersgame:Fromchaostost

abilityincancercelldivision.TrendsCellBiol，2001，11（1）:18-21.



4ChibaS，OkudaM，MussmanJG，etal.Genomicconvergenceandsuppr

essionofcentrosomehyperamplificationinprimaryp53-/-cellsinprolo

ngedculture［J］.ExpCellRes，2000，258（2）:310-321.



5ComptonDA.Spindleassemblyinanimalcells.AnnuRevBiochem，200

0，69:95-114.



6LingleWL，Salisbury，JL.Altercentrosomestructureisassociated

withabnormalmitosesinhumanbreasttumors.AmJournalPathol，1999，

155（6）:1941-1951.



7MiddendorpS，KuntzigerT，AbrahamY，etal.Aroleforcentrin3in

centrosomereproduction.JCellBiol，2000，148（3）:405-416.



8GavetO，AlvarezC，GasparP，etal.Centrin4p，anovelmammalian

centrincpecificallyexpressedinciliatedcells.MolBiolCell，2003，1

4（5）:1818-1834.



9HinchcliffeEH，SluderG.“IttakestwoTango”:Understandinghow

centrosomeduplicationsregulatedthroughoutthecellcycle.Genes&Dev，

2001，15:1167-1181.



10DutcherSK.Thetubulinfraternity:Alphatoeta.CurrOpinCellBi

ˉol，2001，13（1）:49-54.



11FenteanyG，SchreiberSL.Lactacystin，proteasomefunction，andc

ellfate.JBiolChem，1998，273（15）:8545-8548.



12FreedE，LaceyKR，HuieP，etal.ComponentsofanSCFubiquitin

ligaselocalizetothecentrosomeandregulatethecentrosomeduplicatio

ncycle.Genes&Dev，1999，13（17）:2242-2257.



13FryAM，MayorT，MeraldiP，etal.C-Nap1，anovelcentrosomalco

iled-coilproteinandcandidatesubstrateofthecellcycle-regulatˉed

proteinkinaseNek2.JCellBiol，1998，141（7）:1563-1574.



　14BonnemainsYA，PrigentC.Atriggerforcentrosomeduplication.Sciˉ

ence，2002，295（5554）:455-456.



15FukasawaK，ChoiT，KuriyamaR，etal.Abnormalcentrosomeamˉpl

ificationintheabsenceofp53.Science，1996，271:1744-1747.



　16ZhouJ，YaoJ，JoshiHC.Attachmentandtensioninthespindleasˉ

semblycheckpoint.JCellSci，2002，115（18）:3547-3555.



　17TischkowitzMD，HodgsonSV.Fanconianaemia.JMedGenet2003，40（1）

:1-10.



18LingleWL，BarrettSL，NegronVC，etal.Centrosomeamplification

driveschromosomalinstabilityinbreasttumordevelopment.ProcNatlA

cadSciUSA，2002，99（4）:1978-1983.



19PihanGA，PurohitA，WallaceJ，etal.Centrosomedefectscanacˉ

countforcellularandgeneticchangesthatcharacterizeprostatecance

rprogression.CancerRes，2001，61（5）:2212-2219.



20GustafsonLM，GleichLL，FukasawaK，etal.Centrosomehyperamˉp

lificationinheadandnecksquamouscellcarcinoma:apotentialpheˉno

typicmarkeroftumoraggressiveness.Laryngoscope，2000，110（11）:1791

-1801.



21DuensingS，DuensingA，CrumCP，etal.Humanpapillomavirustype

16E7oncoprotein-inducedabnormalcentrosomesynthesisisanearlyevent

intheevolvingmalignantphenotype.CancerRes，2001，61（6）:2356-236

0.



22PihanGA，WallaceJ，ZhouY，etal.Centrosomeabnormalitiesand

chromosomeinstabilityoccurtogetherinpre-invasivecarcinomas.Cancer

Res，2003，63:1398-1404.



23KramerA，NebenK，HoAD，etal.Centrosomereplication，genomic

instabilityandcancer.Leukemia，2002，16（5）:767-775.



24MarxJ.Docentrosomeabnormalitiesleadtocancer.Science，2001，

292（5516）:426-429.



25LaviaP，MileoAM，GiordanoA，etal.EmergingrolesofDNAtumor

virusesincellproliferation:newinsightsintogenomicinstability.On

cogene，2003，22（42）:6508-6516.



26TaraporeP，FukasawaK.Lossofp53andcentrosomehyperamplifiˉc

ation.Oncogene，2002，21（40）:6234-6240.



27KawamuraK，MoriyamaM，SugaK，etal.Centrosomeisolationfrom

culturedbladdercancercells--p53mutationandcentrosomehyperˉamplif

ication.HinyokikaKiyo，2003，49（2）:69-74.



28WarnerSL，BearssDJ，HanH，etal.Targetingaurora-2kinaseinc

ancer.MolCancerTher，2003，2（6）:589-595.



29DuensingS，MungerK.Centrosomeabnormalitiesandgenomicinstaˉ

bilityinducedbyhumanpapillomavirusoncoproteins.ProgCellCycleRes

，2003，5:383-391.



30DelattreM，GonczyP.Thearithmeticofcentrosomebiogenesis.JC

ellSci，2004，117（9）:1619-1630.



31JablonskiSA，LiuST，YenTJ，etal.Targetingthekinetochorefor

miˉtosis-specificinhibitors.CancerBiolTher，2003，2（3）:236-241.