益生菌肠内营养制剂在胃癌术后患者应用的临床研究
【摘要】 目的：探讨及评价微生态营养制剂在临床应用的效果及前景。方法：60例胃肿瘤患者,随机分为四组，术前1 d检测血清转铁蛋白行营养状态评估，术后分别给予常规补液(A)、肠外营养(B)、普通肠内营养(C)及添加微生态制剂的肠内营养(D)。监测各组患者手术前1 d及手术后7 d外周血内毒素、肿瘤坏死因子（TNF）水平变化及淋巴细胞计数改变，同时以细菌学方法检测各组患者手术前后粪便菌群失调情况并分类。结果：术后C组及D组患者均低于A组和B组（P<0.01），而D组内毒素水平低于C组（P<0.01）。各组患者术后肿瘤坏死因子水平均低于术前水平，且D组肿瘤坏死因子水平又明显低于其他各组（P<0.01），A、B、C三组手术前后外周血淋巴细胞计数差异均无显著性（P>0.05），D组患者术后外周血淋巴细胞计数较术前增加（P<0.05）。各组患者术后第一次排便后细菌油镜计数结果C组及D组菌群失调患者例数明显少于A组及B组（P<0.01），而D组又低于C组（P<0.05）。结论：微生态肠内营养可以增强胃恶性肿瘤术后患者的机体免疫及降低感染概率。
【关键词】 益生菌肠内营养；胃癌；临床研究
Clinical Study of Enteral Microecopharmaceutics Applying on Post?operative Patients Suffered Stomach Tumor
Abstract: Objective To approach the clinical effects of enteral microecopharmaceutics on post?operative patients suffered stomach tumor. Methods 60 cases with stomach tumor were separated randomly into four groups, normal liquid group(A), parenteral nutrition group(B), enteral nutrition group(C) and enteral microecophar?maceutics group(D), which received different post?operative nutrition treatment. The perioperative changes of endotoxin, TNF and the number of lymphocyte in peripheral blood were analyzed, and the conditions of dysbacteriosis were detected. Results The lever of endotoxin in serum markedly decreased in the C and D group compared with A and B group, and in the D group, the lever of endotoxin is lower than the C group; The average of TNF in serum is decreased in each group after operation, in addition, the D group was lower than the other groups; The number of lymphocyte in serum increased after operation in the D group, the other groups have not significant alternation; The patients with intestinal microflora disorders in C and D group less than in A and B group, in addition, the D group was less than the C group. Conclusion Enteral microecopharmaceutics can improve the post?operation immunoreaction and decrease the post?operation infection rate of patients with stomach Tumor.
Key words: Enteral microecopharmaceutics;Stomach tumor;Clinical study
1 对象与方法
1.1 研究对象
收集自2003年9月至2006年9月间入院的胃恶性肿瘤患者60例，其中男性40例，平均年龄(60.9±10.3)岁，女性20例，平均年龄(60.4±12.0)岁，贲门癌30例，胃体癌20例，胃底癌10例。纳入标准：所有患者均经术后病理证实为胃恶性肿瘤；所有实验组患者及家属均被告知实施试验性微生态肠内营养制剂，并获得授权。并排除下列情况：合并其他疾病者；未行根治术者；任何原因所致治疗未达终点者。
1.2 临床观察与治疗
所有患者均常规行术前准备，术后患者随机分为常规补液组、肠内营养组(EN组)、肠外营养组(PN组)及添加微生态制剂肠内营养组。每组15例常规补液组：即未予肠内营养或肠外营养支持的患者，术后给予常规补液；肠外营养组：采用中心静脉置管，静脉营养每日补充热量30 Kcal/kg,氮量0.2 g/kg，适当补充维生素及微量元素。肠外营养共5 d～7 d，然后逐步恢复经口进食；肠内营养组:采用术中空肠细针穿刺置管，距Triez韧带以下20 cm置入空肠并在肠壁内潜行2 cm～2.5 cm，并经腹壁戳孔引出。术后24 h～48 h内补充肠内营养乳剂能全力（热量4.18 kj/ml，每瓶500 ml，总热量2 090 kj，其中每100 ml含水解蛋白4.0 g，碳水化合物18.8 g，脂肪10 g）。术后第1天给予5%葡萄糖生理盐水或生理盐水500 ml自空肠造口管滴入，第2天开始经空肠造口管恒速灌注肠内营养液，灌注速度开始500 ml/24 h，以后逐渐加量至(1 000～2 000)ml/24 h。每12 h用100 ml生理盐水进行导管冲洗；术后第5天允许患者自由饮水，术后7 d～9 d停止灌注,患者恢复半流质饮食；添加微生态制剂肠内营养组：留管及液体输注方法同肠内营养组，所输入能全力中添加植物乳酸菌299/乳果糖合生元0.75 g/500 ml，其中每1.5 g合生元中植物乳酸菌299数约 1.0×1010。各组患者能量摄入均以25 Kcal/kg~30 Kcal/kg体重为标准。
1.3 检测指标
术前第1天采外周血行患者转铁蛋白检测，评估各组患者术前营养情况；术前第1天及术后第5天取静脉血测血清内毒素水平，术前第1天及术后第7天测患者肿瘤坏死因子水平及淋巴细胞计数；每位患者第一次排便后取患者大便行改良科氏染色，标本用油镜直接观察：总菌数的观察，每油镜高倍视野<100为全菌群减少，>5 000为显著增加；各类菌群比例的观察。参照方法［1］划分为Ⅰ度～Ⅲ度菌群失调症。Ⅰ度菌群失调症:细菌总数在正常范围内或略有减少；各类菌群比例发生轻度改变；Ⅱ度菌群失调症：细菌总数减少或显著减少，各类菌比例明显改变，出现杆球菌比例明显改变或倒置；Ⅲ度菌群失调症：细菌总数明显减少或显著增加，各类菌比例明显改变，常出现类菌或类酵母菌占绝对优势。
2 结果
2.1 生化及免疫指标检测结果
2.1.1 各组患者手术前后内毒素水平检测结果
见表1。表1 各组患者手术前后内毒素水平检测结果（略）注：内毒素(pg/L)、正常值为<38.69±18.51 pg/L。
术前各组患者血清内毒素水平差异无显著性（P>0.05）；术后肠内营养组及添加微生态制剂肠内营养组患者均低于常规补液组和肠外营养组（P<0.01），而添加微生态肠内营养组内毒素水平低于肠内营养组（P<0.01）。
2.1.2 各组患者手术前后肿瘤坏死因子水平检测结果
见表3。表3 各组患者手术前后肿瘤坏死因子水平检测结果（略）注：TNF(u/ml)、正常值<39.50±13.50 u/ml。
术前各组患者肿瘤坏死因子水平差异无显著性（P>0.05），各组患者术后肿瘤坏死因子水平均低于术前水平，且术后添加微生态制剂肠内营养组肿瘤坏死因子水平又明显低于其他各组（P<0.01）。
2.1.3 各组患者手术前后淋巴细胞计数结果
见表4。表4 淋巴细胞计数结果（略）
2.2 粪便细菌学检测
各组患者发生菌群失调情况见表5。表5 肠道菌群失调及分类（略）
各组患者术后第一次排便后细菌油镜计数结果肠内营养组及添加微生态制剂肠内营养组菌群失调患者例数明显少于常规补液组及肠外营养组（P<0.01），而添加微生态制剂肠内营养组又低于肠内营养组（P<0.05）。
3 讨论
3.1 添加微生态制剂肠内营养在临床应用效果
本对照试验添加微生态制剂肠内营养组患者发生肠道菌群失调例数明显低于其他三组，同时术后感染的内毒素及CRP水平也较其他三组为低，表明在肠内营养制剂中加入微生态制剂能有效降低菌群失调患者比例，从而降低患者感染概率。本研究虽没有对SIgA作出定量测定，但通过对各组患者手术前后外周血淋巴细胞计数及TNF水平测定表明术后使用添加微生态制剂肠内营养短期有增强患者机体免疫力的作用。
3.2 植物乳酸杆菌299降低胃肿瘤术后患者感染主要机制
3.2.1 增强肠黏膜屏障功能
研究表明，肠道菌群的改变可影响到肠通透性的改变。一些共生菌，如大肠埃希菌、肺炎克雷伯菌、链球菌等可使肠黏膜屏障通透性升高,特别是对小分子物质，如甘露醇等，而脆弱类杆菌、乳酸杆菌则有下调肠黏膜通透性作用［2］。肠黏膜机械屏障主要由肠上皮细胞、上皮细胞侧面的细胞连接和上皮基底膜及上皮表面的菌膜组成。乳杆菌作为一种重要的原籍菌，能通过与肠上皮表面特异性的受体结合，有序地定植在肠上皮表面，构成有层次的厌氧菌菌膜，并与其他厌氧菌一起构成膜菌群。它们一方面起占位性保护作用，保护肠黏膜免受其他病原菌的黏附与入侵；另一方面通过产生有机酸、过氧化氢等其他物质抑制病原菌的黏附、生长和繁殖，从而发挥屏障效应。大多数乳杆菌的黏附是借助于蛋白酶敏感机制或脂质磷壁酸。但研究显示，植物乳杆菌299是通过表达甘露糖特异性黏附素而与宿主肠上皮发生黏附的［3］。肠内致病菌与黏膜上皮产生的黏液素结合是对宿主的一种重要保护机制，MUC2和MUC3是回肠与结肠分泌的主要黏液素。体外研究发现,在加入植物乳杆菌299进行培养时，可以促进MUC2和MUC3 ｍRNA的表达，并抑制大肠杆菌与肠上皮细胞的结合。另外，乳杆菌还能促进损伤的肠黏膜上皮修复，防止致病菌在肠上皮细胞间移位。
3.2.2 增强体液免疫
人体正常肠黏膜具有免疫屏障，即分泌型IgA（SIgA）的抗细菌黏附功能和上皮内淋巴细胞的免疫监视作用。SIgA能够中和毒素、病毒和酶等生物活性抗原,具有广泛的保护作用,但其主要作用是阻止细菌对肠上皮细胞表面的吸附［4］。多项动物和人体研究结果均证实，双歧杆菌和乳酸杆菌在体内能够促进IgA的分泌并有剂量效应关系，IgA分泌增加可以有效抑制肠源性感染的发生［5］。益生菌能够调节免疫细胞分泌细胞因子，细菌细胞壁成分如脂多糖和肽聚糖，已被证明可以作为人类免疫系统的激活剂。肠道内的共生细菌,以及补充的益生菌均可产生一系列化学诱引剂、细胞因子或类似细胞因子样分子(如细菌素),而起到增强体液免疫的作用［6］。例如,持续给予实验动物乳酸菌一段时间后，血IL?10水平升高,同时某些促炎症物质如TNF等浓度降低［7］。入活益生菌、死菌或益生菌细胞壁成分如脂磷壁酸、肽聚糖时,能够刺激巨噬细胞聚集，加强吞噬功能，并显著增强巨噬细胞分泌IL?1、TNF的活性。嗜酸乳杆菌的细胞提取物，可以明显加强巨噬细胞吞噬内源性颗粒物质和沙门菌的能力。给予鼠李糖乳杆菌和保加利亚乳杆菌菌株可以刺激人外周血单核细胞的生长，维持Th1/Th2平衡,诱导Th1型细胞因子IL?12、IL?18和IFN?γ的产生［8］。
3.2.3 增强肠道免疫
Roller等［9］研究了持续给予合生元后对实验动物肠道免疫功能的影响，发现肠系膜淋巴结和伊尔氏淋巴集结(Peyes’s patches) 分泌的IL?10增多,肠组织SIgＡ浓度升高，提示微生态制剂对肠道免疫功能有增强作用。在Dalloul等［10］的研究中也发现给予益生菌后肠上皮淋巴结淋巴细胞亚群发生变化,同时对外源性抗原的特异性抗体增高。
3.2.4 调整肠道菌群失调
乳酸杆菌能够产生某些代谢产物,如有机酸、过氧化氢及细菌素等，并以争夺营养的方式来抑制其他有害的Ｇ+或Ｇ-细菌在肠内的过度繁殖,并通过竞争性占位抑制其他有害菌结合到肠黏膜表面。体外实验结果显示，乳酸菌能够有效抑制鼠伤寒沙门菌、金黄色葡萄球菌、大肠杆菌、产气荚膜梭菌、艰难梭菌等致病菌的繁殖［11］。Swanson等［12］对犬采用嗜酸乳杆菌和果寡糖进行体内干预实验，发现同时给予乳酸杆菌和益生元后,结肠乳酸杆菌数量、粪便丁酸和乳酸的浓度显著高于对照组以及单纯给乳酸杆菌或益生元组，说明两者对肠内菌群的调节有协同作用。
通过本研究结果表明，胃恶性肿瘤患者围手术期肠道的微生态调整应该充分引起重视视，应进一步加强对于肠道黏膜屏障保护的多种措施的应用，在早期肠内营养的实施过程种，应适当补给益生元或合生元，以降低感染相关并发症的发生，提高临床治效果。
【】
［1］熊德鑫,修淑丽.正常微生物群的检测方法.见:李兰娟.感染微生态学［M］.北京:人民卫生出版社,2002：221.
［2］Garcia?Lafuente A, Antolin M, Guarner F,et al. Modulation of colonic barrier function by the composition of the commensal flora in the rat［J］. Gut,2001,48(4):503?507.
［3］Adlerberth I, Ahme S, Johansson ML, et al. A mannose?specific adherence mechanism in Lactobacillus plantarun conferring binding to the human colonic cell line HT?29［J］. Appl Environ Microbiol，1996，62:2244?2251.
［4］Cano PG,Perdigon G.Probiotics induce resistance to enteropathogens in a renourished mouse model［J］.J Dairy Res,2003，70:433?440.
［5］Solis?pereyra B, Aattouri D, Lemonnier D. Role of food in the stimulation of cytokine production［J］. Am J Clin Nutr，1997，66:521?525.
［6］Solis B, Samartin S, Gomez S, et al. Probiotics as a help in children suffering from malnutrition and diarrhoea［J］. Am J Clin Nutr,2002,56(suppy4):27?33
［7］Miettinen M,Matikainen S,Vuopio?Varkila J,et al.Lactobacilli and streptococci induce interleukin?12 (IL?12),IL?18,and gamma interferon production in human peripheral blood mononuclear cells［J］.Infect Immun，1998，66(12):6058?6062.
［8］Kidd P. Th1/Th2 balance: the hypothesis, its limitations, and implications for health and disease［J］.Altern?Med?Rev，2003，8(3):223?246.
［9］Roller M, Pietro?Femia A, Caderni G, et al. Intestinal immunity of rats with colon cancer is modulated by oligofructose?enriched inulin combined with Lactobacillus rhamnosus and Bifidobacterium lactis［J］. Br?J?Nutr，2004，92(6):931?938.
［10］Dalloul RA, Lillehoj HS, Shellem TA, et al. Enhanced mucosal immunity against Eimeria acervulina in broilers fed a Lactobacillus?based probiotic［J］.Poult Sci，2003，82(1):62?66.
［11］Meurman JH, Antila H, Korhonen A, et al. Effect of Lactobacillus rhamnosus strain GG (ATCC 53103) on the growth of Streptococcus sobrinus in vitro［J］. Eur J Oral Sci，1995，103(4):253?258.
