犬的体外循环模型建立和管理

【关键词】  ,体外循环

    摘要：目的　22条犬的体外循环实验模型建立和管理的经验。方法 健康杂种家犬22条，雄性12条，雌性10条。建立中低温阻断停跳和常温不阻断不停跳的体外循环模型。并于体外循环开始前及转流中，进行激活全血凝固时间（ACT）、血细胞压积（Hct）和血气监测。结果 转流过程中Hct、PaO2、PaCO2和BE均在正常范围。结论 建立一个正确的体外循环模型是该动物实验成功的必要因素。

　　关键词：犬；体外循环；动物模型

　　The Establishment and Management ofa Dog Model used for Cardiopulmonary Bypass

　　Abstract: OBJECTIVE To summary the establishment and management of 22 dogs using two model for cardiopulmonary bypass(CPB).  METHODS  22 dogs (12 male , 10 female)  were subject to two perfusion management models: moderate hypothermia and heart arrest &  normothermia and beating heart. ACT, Hct and blood gas were measured continuously. RESULTS All results of determination were in normal range. CONCLUSION The use of the  correct animal model is essential for successful dog experiments.

　　Key words：Dog; cardiopulmonary bypass; animal model                                                                             
　　随着麻醉和体外循环技术的，心外科手术的范围和难度逐步增大，因此一些基础和临床的研究都要建立在动物实验模型上，故如何合适地建立体外循环模型有其至关重要的意义，在此总结2002-2003年对22例犬体外循环实验模型建立和管理的经验。〖HS2〗〖STHZ〗〖HT5H〗

　　1　材料与方法                                       

　　实验动物资料健康杂种家犬22条，雄性12条，雌性10条。体重17~28(19.8±2.3)kg；身长1.05~1.25(1.16±4.2)m。其中12条建立中低温阻断停跳模型（H组），另10条建立常温不阻断不停跳模型（C组）。

　　1.2 体外循环模型的建立

　　1.2.1 麻醉方法                                   

　　将犬平放后，下肢静脉缓慢推注戊巴比妥钠30mg/kg做为基础麻醉。麻醉后将犬仰卧位固定在手术台上，常规剪毛、消毒后，穿刺下肢静脉建立液体通路，给予芬太尼5μg/kg，哌库溴铵4mg后经口插入带气囊的气管导管，接呼吸机行机械通气，FiO2100％，潮气量15ml/kg，频率10～20次/min，根据血气PaCO2调整呼吸频率。下肢静脉持续点滴芬太尼、利多卡因和间断给予γ－羟丁酸钠维持麻醉水平。用针式电极监测心电图，并穿刺股动脉进行动脉压力监测和血标本采集。针对实验要求穿刺右颈外静脉并放置 5号漂浮导管进行液体补充和血流动力学的检测。

　　1.2.2　体外循环的建立和管理                                      

　　经胸骨正中切口，充分止血后，切开心包，暴露心脏，将心包两侧悬吊在两侧胸壁，静脉给予肝素4mg/kg，检测ACT大于500s，在主动脉根部做荷包后行主动脉插管（4mm），同样于右心耳插管（36Fr），建立体外循环。模拟临床建立体外循环模型。其中H组：开始体外循环后，逐步进行全身降温，温度降到30℃左右时阻断升主动脉，并用针头插入主动脉根部灌注心脏停搏液（首量为15ml/kg）使心电活动消失，同时停止机械通气，并于心包腔放置冰屑进行心脏局部降温，随后每间隔30min再次灌注心脏停搏液（首量的1/3），主动脉阻断持续一定时间后，进行全身复温，复温至34℃左右，心脏内排气，主动脉开放，并进行心肺复苏，必要时应用电除颤复律，同时恢复机械通气，调整血气和电解质情况，辅助时间大约为阻断时间的1/3左右，于血流动力学稳定后逐渐停止体外循环。C组则相对简单：开始体外循环后，保持常温，并行循环，维持机械通气，持续一定时间后，同样于血流动力学稳定后逐渐停止体外循环。之后拔除静脉插管后，静脉注入鱼精蛋白（和肝素比为1.5：1），拔除主动脉插管，充分止血后关胸缝皮。体外循环应用Sarns7400人工心肺机，Baxter和希健膜肺，Sarns变温水箱，以及上海祥盛医疗仪器厂的塑料管道。中低温维持在28~30℃，常温则在36~38℃。中度血液稀释，预充液总量为40ml/kg左右（其中包括20％甘露醇和5％碳酸氢钠各4 ml/kg，肝素1mg/kg，其余为乳酸林格氏液和代血浆）。中低温时灌注流量为50~80ml/（min・kg），复温后逐渐加大至80~100ml/（min・kg），常温时则维持在100ml/（min・kg）左右。灌注压维持在50~80mmHg。心脏停搏液采用改良St.Thomas液。术中如果有效循环血量不足，可适当补充晶体或胶体液。术中膜肺的气血流量之比在0.5~0.7：1。

　　1.3　采样和检测                                      

　　体外循环开始前及转流中，经股动脉抽2ml动脉血进行ACT、Hct和血气分析监测。

　　2　结果

　　转流过程中Hct、PaO2、PaCO2和BE，均在正常范围。CPB时间和血气情况见表1。表1 CPB时间和血气情况（略）

　　3　讨论

　　犬属于哺乳纲、食肉目、犬科，具有发达的血液循环系统，因此比较适用于血液循环系统方面的研究［1］。我们可以利用犬的实验模型，为心血管外科临床方面的一些研究，如血流动力学、心肌保护液、脑保护方面等提供实验基础。研究报道，成年家犬的体重、平均全血量、心率、血压、呼吸次数等都与儿童的一些生理指标近似［2］。因此，模型的建立可以参照体重在20kg左右儿童的体外循环灌注管理方法。由于解剖学上的差异，切开心包后，暴露主、肺动脉和上、下腔静脉以及进行插管时有一定的难度，故操作务必轻柔，否则易引起心律失常，如室上速、室颤等，导致模型建立失败。另外，犬的体温要比人的高出2℃左右，其血粘度也高于人类，故灌注管理也要进行相应的调整。本实验中按4mg/kg肝素进行全身肝素化后，检测ACT值均大于500s，转流90min后复测也均大于500s。结束体外循环后，用鱼精蛋白中和肝素时，都曾出现一过性的血压下降现象，这可能是由于鱼精蛋白和肝素复合消耗大量补体的结果，其次可能由于药物通过肺脏引起组织胺的释放而使末梢血管扩张导致循环的改变［3］。国内外有许多报道利用犬的深低温体外循环模型对停循环或低流量时的脑部损害进行研究，探讨其损伤机制并提出各种保护的方法［4,5］，为临床上深低温停循环手术的脑保护提供依据。因此，建立一个正确的体外循环模型是该项动物实验成功的必要因素。

　　：                                      

　　［1］施新猷. 医用实验动物学［M］. 第一版, 陕西: 陕西技术出版社, 1989, 517                                     
　　［2］ J.G.福克斯，B.J.科恩，F.M.洛. 实验动物学［M］. 第一版, 北京: 农业出版社, 1991, 327                                      
　　［3］周本瑜，卓兆琪，周韶霞，等. 体外循环心内直视手术后鱼精蛋白对狗血流动力学影响的实验研究［J］. 南京铁道医学院学报，1994,13（2）：86－90.                                      
　　［4］Jay G. Shake, Eric A. Peck, Eduardo Marban, et al. Pharmacologically Induced Preconditioning With Diazoxide: A Novel Approach to Brain Protextion［J］. Ann Thorac Surg, 2001, 72: 1849-1854.      
                               
　　［5］Behringer W, Safar P, Wu X, et al. Survival without brain damage after clinical death of 60-120 mins in dogs using suspended animation by profound hypothermia［J］. Crit-Care-Med, 2003, 31(5): 1523-1531.