大鼠体外循环模型的建立
作者：黑飞龙 高国栋 周荣华 龙村 温复兴 关彬 史世勇
【摘要】 目的建立大鼠体外循环（extracorporeal circulation，ECC）动物模型，为心血管外科ECC术后重要器官损伤，尤其是脑损伤的研究提供简单可靠、的实验平台。方法选用雄性SD大鼠，经右颈静脉、股静脉插管引流，股动脉插管灌注建立ECC。ECC 1 h，监测血流动力学指标及血气、电解质的变化。结果ECC中动物血流动力学稳定，血气结果满意，完全符合满意ECC标准。停机后心血管和呼吸功能恢复顺利。结论利用特制动物实验膜肺，建立经右颈静脉、股静脉插管引流，股动脉插管灌注的大鼠体外循环模型，具有安全、稳定、简单、实用的特点，是进行与体外循环有关脏器损伤，尤其是脑损伤研究可靠的实验平台。
【关键词】 体外循环；动物模型；大鼠
基金项目： 医学院心血管研究所青年基金（yq-200510）
The Establishment of Animal Model of Extracorporeal Circulation in Rats
Abstract: OBJECTIVE To establish the animal modal of extracorporeal circulation（ECC） in the rats.METHODS12 male SD rats were anesthetized and assigned to undergo 60 min of ECC.The femoral artery , the right external jugular vein and the left femoral vein were cannulated.ECC were performed with the left femoral artery perfusion at a flow rate of 160 to 180 ml/（kg·min）. During the whole process,the hemodynamics,electrocardiograph (ECG) and blood-gas analysis were observed.RESULTS9 of the 12 animals were performed successfully.The hamodynamic parameters were steady and blood-gas analysis normal during whole process. After ECC weaning, cardiovascular and respiratory functions recorvered rapidly. CONCLUSIONThe rat model of ECC established via the right external jugular vein and the left femoral vein drainage and the left femoral artery perfusion is safe, reliable, steady and utility.It is an ideal model for studying multiple organ dysfunctions induced by ECC,especially for cerebral damage and protection experimental research during ECC.
Key words：Extracorporeal circulation; Animal model;Rat
以大鼠为实验动物，经颈静脉、股静脉引流，股动脉灌注，以期建立可靠、经济、小预充量的大鼠体外循环（extracorporeal circulation，ECC）模型，为ECC术后多器官损伤，尤其是脑损伤病理生理及其保护机制研究提供可靠的实验平台。
1材料与方法
1.1实验动物成年雄性SD大鼠24只，体重 350g～400 g，分别作为实验鼠和供血鼠（由协和医科大学实验动物中心提供）。术前12 h禁食，4 h禁水。
1.2实验设备和药品Stockert双头滚压泵（德国Stockert公司），HYP10-200变温水箱（瑞典Gambro公司），江湾Ⅰ型微型人工呼吸机（第二军医大学实验仪器厂），多导生理监护仪（美国惠普公司），Stat Profile M血气分析仪（美国NOVA Biomedical公司），ACT仪（科学院仪器厂）。20 ml、1 ml一次性注射器（大连JMS公司），特制动物实验膜肺（西京医疗用品有限公司），手术缝线（比利时强生公司）；16G、18G、22G套管穿刺针（美国Becton Dickinson公司）。血定安（沈阳贝朗制药公司）；肝素钠（常州生化千红公司）；5%碳酸氢钠注射液（江苏正大天晴药业公司）。
1.3实验方法
1.3.1麻醉大鼠清醒状态下称重，腹腔注射戊巴比妥钠50 mg/kg麻醉。麻醉成功后，16G静脉导管做气管导管行机械通气。接微型人工呼吸机控制呼吸。初始呼吸机条件：呼吸方式为IBBP/IMV，30次／min,氧浓度50％，潮气量10 ml/kg，呼吸机条件根据血气结果调整。切开右侧腹股沟，分离股动脉，穿刺插管（22G）监测动脉血压和血气。
1.3.2ECC系统由储血室（20 ml注射器，覆盖变温装置）、滚压泵、硅胶泵管（直径1.6 mm）、特制实验动物膜肺以及动、静脉管路组成。重力引流落差20 cm，储血室可间断地与一提供10～40 mmHg的真空负压装置相连，以提供充分静脉引流，见图1。
1.3.3ECC预充预充新鲜大鼠全血17 ml，5％碳酸氢钠1 ml，肝素1 ml，抗生素1 ml。预期稀释后Hb 100～130 g/L，Hct 0.30～0.42。体外循环过程中根据需要可适当向储血室内添加血定安5 ml以维持安全液面。
1.3.4ECC的建立将大鼠平卧于手术台上，手术部位常规剪毛、消毒，1％利多卡因局麻。颈部行水平切口0.5 cm暴露右颈内静脉，左腹股沟切口暴露左股动脉与股静脉。右股动脉推注肝素400 IU／kg。ACT＞300 s后，左股动脉20G导管插管接主动脉灌注管，右颈静脉16G带侧孔插管、左股静脉18G插管接静脉引流管，建立ECC，见图1。
1.3.5ECC管理测ACT时间>480 s时开始体外循环，ECC平稳后停止机械通气。ECC中通气量1.0～1.5 ml/min，ECC全流量160～180ml/(kg·min)，保持平均动脉压50～80 mmHg，通过变温装置维持大鼠肛温37℃～38℃，ECC 60 min，采用α稳态模式血气管理。ECC中采用呼吸机静态膨肺，FiO2=0.21。ECC过程中根据ACT和麻醉深度适当补充肝素和戊巴比妥钠。
1.3.6停ECC后管理转流60 min后停机。当大鼠血流动力学稳定后拔除测压装置；自主呼吸恢复后停止机械通气，拔除气管导管。放入观察箱，保温，自由进水和食物。
1.4监测指标持续监测心电图、血压、鼻咽温度和肛温；分别在麻醉后，转机后10 min 、40 min ，停机后检测动脉血气。
2结果
实验中共有3只动物失败，余9只均获得成功，模型成功率75%。失败的主要原因为插管致血管管壁穿破，无法修复或静脉插管位置不当，引流不畅。ECC总时间为60 min，期间血气和电解质基本正常，停ECC后，大鼠心血管、呼吸功能均能恢复。
血流动力学变化见表1，动脉血气、电解质变化见表2。表1大鼠模型血流动力学变化（略）
9只大鼠均顺利停机，自主呼吸恢复正常。
3讨论
3.1大鼠ECC方法的选择目前进行心血管外科相关脏器损伤的保护研究多利用犬、猪等大型动物建立ECC模型，而利用兔、大鼠等小型实验动物建立ECC模型进行实验的研究较少。其中利用动物ECC模型进行中枢神经系统的研究中，猪作为实验材料的占65％，狗占30％，兔占4％，大鼠为1％。表1动脉血气及电解质变化（略）
大动物ECC模型能很好地模仿临床ECC，但费用昂贵，准备过程复杂，手术环境要求较高且技术复杂，并且由于生理和因素的影响，长期存活率较低。对于一些主要研究病理生理机制，而非ECC技术本身的研究，小动物模型是更经济的选择。选用大鼠建立ECC模型，还有如下优点：①大鼠具有完整的脑Willis血管环，脑血供类型接近于人类，适合于在ECC状态下脑血流改变造成脑神经损伤等方面的研究［1］；②大鼠具有左右上腔静脉，结扎一条不会造成大脑静脉血流回流不畅［2］；③实验动物容易获得，购买和饲养动物的花费低；④目前对大鼠脑缺血和神经系统功能的研究较多，积累了较多的资料［3］。用大鼠建立建立一个预充小、稀释合理、接近临床特征的大鼠ECC模型，在研究ECC对神经功能的影响上具有实际的意义。
成年大鼠的平均心排量约为160～180 ml/(kg·min)，灌注流量低于此就不能称之为全流量灌注，部分流量灌注不利于进行ECC对器官功能影响的研究［2-3］。采用18G、16G带侧孔的静脉导管作为静脉回流管，同时可间断与真空负压装置相连，可提供充分静脉引流；用20G套管针作为主动脉灌注管，灌注流量高，血液动力学稳定，可以保证全身脏器供血，减少了因部分脏器供血不足造成严重全身炎性反应的可能性。
ECC管路微型化及微型膜肺的使用减少了预充量，节约用来供血的大鼠，更接近临床。本实验采用部分新鲜鼠血预充，初始预充量仅20 ml，ECC期间Hb能维持在90 g/l以上，Hct在0.27以上，与临床经常使用的中低温ECC所应用的ECC管理方法相同。小预充不但节约了实验经费，而且对实验动物生理内环境干扰小，最大程度地做到了与临床ECC相似。
3.2大鼠ECC模型评价实验中动物血流动力学稳定，平均动脉压维持在60～90 mmHg；电解质、血气各项指标满意（见表2），符合满意ECC标准；停机后循环系统和呼吸功能恢复良好，动物成活率高。说明实验条件控制良好，可以作为理想的ECC实验动物模型。
3.3模型建立的技术关键充分的静脉引流是实验成败的关键。采用18G、16G带侧孔的静脉导管分别插入左股静脉和经右颈静脉插入右房作为静脉回流，必要时与一提供10～40 mmHg的真空负压装置相连，可提供充分静脉引流。此外，引流管的硬度要适当，过软可因一时引流不畅将插管吸瘪，过硬可导致引流管穿破腔静脉或心脏从而导致实验失败。充分的静脉引流不但与插管的选择有关，而且适宜的插管位置也很重要。转流开始适当调整引流管的位置和方向，使腔房引流完全，可根据波形和动脉血压判断。如引流不充分，则动脉波形仍为博动性，血压不降，有时反而升高；如引流充分，则虽有心脏跳动，但动脉波形近乎直线，一过性停ECC后动脉压迅速降低，即流量与血压成正相关。预实验中解剖发现，插管末端放置到下腔静脉与右房交界处是保证充分引流的最佳位置。本实验中最大流量可达160～180 ml/(kg·min)，与报道一致［2-3,5］。
插管操作宜谨慎。应熟悉心脏位置和腔静脉走向，插管手法要轻柔。如果插管方向不正确或用力不当，可导致静脉穿破，实验失败。避免失血、预备血源。本研究的经验是在给供血大鼠放血之前可静脉输注适量胶体扩容，大剂量肝素化（500 IU/kg）后经股动脉放血。实验鼠切口尽量要小，游离血管要仔细，避免血管损伤，导致失血。防止麻醉意外，气管导管前麻醉宁浅勿深。ECC过程中根据ACT和麻醉深度适当补充肝素和戊巴比妥钠。
利用特制动物实验膜肺，建立经右颈静脉、左股静脉引流，股动脉灌注，小预充量大鼠ECC模型，与临床实际应用相近，具有安全、稳定、简单、实用的特点，是进行与ECC有关的脑和其它脏器损伤及保护研究的较好的实验平台。
【文献】
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